2.3.2 金银花转录组研究 金银花L. japonica是另一种具有较高药用和经济价值的传统中药材，其有效成分具有消炎抗菌抗病毒的功效。2012年和2013年相继有2篇文章开展了对金银花转录组的研究[6-7]。2012年的文章着重研究了金银花不同花期(花苞期、花期1、花期2)的转录组，证实了金银花花苞期八大活性物质的生物合成明显高于花期的规律，为今后对金银花的质量监控提供了新方法新思路。另外，该研究还对金银花活性物质——绿原酸和木犀草苷，进行了基因及通路水平的阐释，加深了对对萜类化合物和脂肪酸生物合成的认识。除此之外，该文章还对金银花和金银花变异种的转录组进行了比较，揭示了不同品种活性物质的差异。通过传统的KEGG，COG，GO注释分析，并结合Real-time PCR，GC-MS和HPLC技术，在功能基因表达量与活性物质含量之间建立起关联。
通过对不同发育时期中药转录组的比较分析，可以明确其功能基因的表达规律，与活性代谢产物的数据相结合，可筛选获得活性成分的指示标记，简化后续的质量监控，实现微量样品、高精确度、连续监测的目的。另外，通过对不同中药品种的转录组比较，结合不同品种药效活性的数据，可以确定主效基因，为今后中药转基因工程提供候选基因。
3中药转录组研究的不足
通过近几年的飞速发展，中药高通量转录组研究获得了一定的成果，但是，中药转录组的研究仍存在许多不足，需要更多的科研工作者投身到中药转录组领域的研究中。
3.1分子基础弱，基因注释困难
数千年来，在中医药理论的指导下，中药经历了由单味药到复方药的发展，其技术的精髓在于提取、分离和配伍。色谱技术、红外光谱技术等技术广泛的应用于中药研究中[30-32]。但是，分子生物学在中药领域起步较晚，中药的分子生物学研究基础薄弱，进行基因组和转录组的研究，很多关键的功能基因在已有数据库中难以得到准确注释。另外，中药博大精深，明代李时珍著成的《本草纲目》中就有1 892种药物，每一种中药都有自己的独特之处，相关代谢通路各具特色，不能一概而论，这又给中药转录组的研究提出了新的挑战。
3.2生长周期长，样本难以获得
中药质量的优劣，取决于有效成分含量的高低。部分中药的生长周期长，而且药效伴随生长周期的延长而增加，活性物质也随之积累。正如中医“脾胃学说”的创始人李杲所说的，“凡诸草、木、昆虫、产之有地;根、叶、花、实，采之有时。失其地，则性味少异;失其时，则气味不全”。但是，较长的中药培植周期，使得样本难以获得，不便进行转录组的研究。另外，一些珍贵药材，数量有限，甚至已经处于短缺状态，使得转录组的研究受到了较大的局限。
3.3测序投资大，分析人员紧缺
目前，二代测序仪的设备仍然非常昂贵，设备购置的一次性投入巨大，一般的科研单位往往望而却步，使得转录组的研究局限于一些实力雄厚的实验室和生物技术公司。另外，转录组测序获得大量的数据，通常在Gb数量级，需要进行复杂的数据处理。这不仅需要高性能大型计算机等硬件的投入，更需要具备数据分析能力的科研人员，才能够有效的结合生物信息学分析与生物学现象的解释和阐述。
3.4药物靶点多，基因网络复杂
中医强调整体的思想，中药具有多靶点的作用特点[33]。中药中的活性成分往往不止一种，相关的代谢通路多样，相互作用，产生了更为错综复杂的代谢网络，这就给转录组的分析带来了新的挑战。如何层层深入地剖析不同活性成分及其通路之间的协作关系，成为中药转录组研究的一个重要任务。
4中药转录组研究的展望
转录组中“组学”的概念与中医药中“整体”的思想不谋而合。中药的高通量转录组研究自开展以来获得了许多可喜的成果。伴随着测序技术的不断进步，实验流程的不断完善，中药转录组研究必将迅速发展。
通过转录组数据的分析，发掘得到新的功能基因和代谢通路，构建中药的指纹图谱[34]，服务于中药的品种培育。通过对次生代谢途径关键酶基因的研究，为中药转基因工程提供候选基因，或通过转录水平的调节，提高药用成分的产量与活性。通过不同发育时期，不同培育条件下不同转录组的比较，寻找最佳的中药状态，形成一套有据可依的现代评价体系[35]。通过后期mRNA、蛋白质及动物实验水平的验证测序结果，建立起功能基因和活性物质之间的桥梁，中药活性成分与中药药效之间的桥梁。中药转录组的研究为中医药理论提供了现代分子生物学的支撑和验证，推动了西方社会对传统中药的认知。
未来中药转录组的研究将不仅成为中药研究的一项有力武器，还将为中药研究注入新的活力。结合众多新兴组学，例如蛋白质组学和代谢组学的研究[36-38]，实现高通量与高效率的结合，揭示传统中药的现代生物学内涵，服务于中药配伍研究和新型中药的研发。二者的有机结合，是中药实现自我发展的一次契机，是中药自我创新的一次机遇。
[参考文献]
[1] Nie H， Zhang H， Zhang X Q， et al. Relationship between HPLC fingerprints and in vivo pharmacological effects of a traditional Chinese medicine：Radix Angelicae Dahuricae[J]. Nat Prod Res， 2011，25(1)：53.
[2] Kong W J， Zhao Y L， Shan L M， et al. Investigation on the spectrum-effect relationships of EtOAc extract from Radix Isatidis based on HPLC fingerprints and microcalorimetry[J]. J Chromatogr B， 2008， 871(1)：109.
[3] Wang W， Wang Y， Zhang Q， et al. Global characterization of Artemisia annua glandular trichome transcriptome using 454 pyrosequencing[J]. BMC Genomics， 2009， 10(1)：465.
[4] Sun C， Li Y， Wu Q， et al. De novo sequencing and analysis of the American ginseng root transcriptome using a GS FLX Titanium platform to discover putative genes involved in ginsenoside biosynthesis[J]. BMC Genomics， 2010， 11(1)：262.
[5] Zeng S， Xiao G， Guo J， et al. Development of a EST dataset and characterization of EST-SSRs in a traditional Chinese medicinal plant， Epimedium sagittatum (Sieb. Et Zucc. ) Maxim[J]. BMC Genomics， 2010， 11(1)：94.
[6] Yuan Y， Song L， Li M， et al. Genetic variation and metabolic pathway intricacy govern the active compound content and quality of the Chinese medicinal plant Lonicera japonica thunb[J]. BMC Genomics， 2012， 13(1)：195.
[7] He L， Xu X， Li Y， et al. Transcriptome analysis of buds and leaves using 454 pyrosequencing to discover genes associated with the biosynthesis of active ingredients in Lonicera japonica Thunb[J]. PLoS ONE， 2013， 8(4)：e62922.
[8] Gahlan P， Singh H R， Shankar R， et al. De novo sequencing and characterization of Picrorhiza kurrooa transcriptome at two temperatures showed major transcriptome adjustments[J]. BMC Genomics， 2012， 13(1)：126.
[9] Shahin A， van Kaauwen M， Esselink D， et al. Generation and analysis of expressed sequence tags in the extreme large genomes Lilium and Tulipa[J]. BMC Genomics， 2012， 13(1)：640.
[10] Tang Q， Ma X， Mo C， et al. An efficient approach to finding Siraitia grosvenorii triterpene biosynthetic genes by RNA-seq and digital gene expression analysis[J]. BMC Genomics， 2011， 12(1)：343.
[11] Li Y， Luo H M， Sun C， et al. EST analysis reveals putative genes involved in glycyrrhizin biosynthesis[J]. BMC Genomics， 2010， 11(1)：268.
[12] 李滢， 孙超， 罗红梅， 等. 基于高通量测序454 GS FLX 的丹参转录组学研究[J]. 药学学报， 2010， 45(4)：524.
[13] Yao B， Zhao Y， Wang Q， et al. De novo characterization of the antler tip of Chinese Sika deer transcriptome and analysis of gene expression related to rapid growth[J]. Mol Cell Biochem， 2012， 364(1-2)：93.
[14] Yao B， Zhao Y， Zhang H， et al. Sequencing and de novo analysis of the Chinese Sika deer antler-tip transcriptome during the ossification stage using Illumina RNA-Seq technology[J]. Biotechnol Lett， 2012， 34(5)：813.
[15] Chen S， Luo H， Li Y， et al. 454 EST analysis detects genes putatively involved in ginsenoside biosynthesis in Panax ginseng[J]. Plant Cell Rep， 2011， 30(9)：1593.
[16] Hao D C， Ma P， Mu J， et al. De novo characterization of the root transcriptome of a traditional Chinese medicinal plant Polygonum cuspidatum[J]. Sci China Life Sci， 2012， 55(5)：452.
[17] Huang L L， Yang X， Sun P， et al. The first Illumina-based de novo transcriptome sequencing and analysis of safflower flowers[J]. PLoS ONE， 2012， 7(6)：e38653.
[18] 郝大程， 马培， 穆军， 等. 中药植物虎杖根的高通量转录组测序及转录组特性分析[J]. 中国科学：生命科学， 2012， 42(5)：398.